Autoclave

El autoclave es un esterilizador que nos permite esterilizar instrumental y sustancias. Para ello utiliza vapor de agua a presión.

Se trata de un instrumento pesado y consistente, ya que debe aguantar las altas presiones que necesitan sus procesos de esterilización.

El proceso dura normalmente unos 15-20 min a 120-121ºC. Consiste en introducir el material, teniendo cuidado de no cerrarlo completamente por las altas presiones, y cerrar la tapa hermética para que se ponga en marcha.

También es conveniente introducir un indicador de esterilización (comúnmente en forma de papel) para cerciorarse de que el proceso se ha realizado satisfactoriamente.

9º práctica: levadura+azúcar y observación al microscopio de hifas del casco de caballo de Fomes fomentarius

• Materiales a usar:

- papel de filtro

- agua destilada

- placa de petri

- porta y cubre

- sobre de azúcar

- levadura fresca de pan

- espátula

- pipeta pasteur

- aceite de inmersión

- Microscopio óptico

• Para la observación de hifas de Fomes fomentarius:

- Estereoscopio

- porta

- pinzas

Cogemos un poco de levadura de pan con azúcar y agua destilada y lo mezclamos en la placa de petri; añadiendo azúcar lo que conseguimos es activar la levadura. 

         

Dejamos reposar 5 minutos y con la pipeta pasteur tomamos una pequeña muestra y la ponemos en el porta y luego le ponemos un cubre y lo llevamos al microscopio. Observaremos multiplicación por gemación.

  

Vista x40                                                                     Vista x100 (con aceite de inmersión)

Y el otro ejercicio que hicimos, la observación al microscopio de hifas del casco de caballo del hongo Fomes fomentarius.

Cogimos una pequeña muestra de hifas del casco de caballo , lo pusimos sobre el porta y lo observamos al estereoscopio

   

8º práctica: Diluciones seriadas con azul de metileno

Material a utilizar:

- Papel de filtro

- vidrio de reloj

- agua destilada

- matraz Erlenmeyer

- colorante azul de metileno al 0.2%

- tubos de ensayo

- gradilla

- pipeta automática

- prepipeta

- pipeta de 10ml

- bortex

     

Una vez realizada la disolución 1/10 azul de metileno al 0.2%,para el cual hemos cogido 0,2g de colorante azul de metileno con 100ml de agua destilada lo que nos salió una dilución al 0,2 p/v, cogemos 9ml de agua destilada para cada tubo y llenamos los 4 tubos de ensayo, y 1ml de solución madre de azul de metileno para el primero tubo de ensayo, y agitamos en el bortex. Cambiamos la punta de la pipeta y ponemos una nueva, y cogemos del primer tubo de ensayo 1ml y lo pasamos al 2º tubo de ensayo, y agitamos en el bortex; y así sucesivamente hasta terminar los 4 tubos.

           

Resultado final:

7º práctica: Espora de la seta Coprinus comatus

Materiales a usar:

- papel de filtro

- mechero de alcohol

- asa de siembra

- gradilla

- tubo de ensayo

- pipeta pasteur

- porta y cubre

- microscopio óptico

- aceite de inmersión

- estereoscopio

Lo primero que haremos será coger una muestra con una pipeta pasteur de la tinta que produce esta seta al hacer la autodigestión y la llevamos al tubo de ensayo.

Después, encendemos el mechero de alcohol, desinfectamos el asa de siembra y tomamos una muestra del tubo de ensayo y la depositamos en el porta.

                                       

   

Desinfectamos el asa de siembra de nuevo. La muestra la cubrimos con un cubre y la llevamos a observar en el microscopio:

Visión x40 

visión x100 con aceite de inmersión

A continuación, cogeremos otra muestra de la tinta, la pondremos en otro porta y la llevaremos a observar al estereoscopio:

6º práctica de laboratorio: Observación de yogur en fresco y tinción.

En esta práctica hemos hecho observación al microscopio de yogur en fresco:

Para ello hemos utilizado los siguientes materiales:
-papel de filtro
-agua destilada
-pinzas
-asa de siembra
-porta y cubre
-microscopio óptico
-mechero de alcohol
-pesasustancias
-muestra de yogur

    

 Visión x4

 Visión x10

 Visión x40

Después de observar el yogur en fresco, hicimos una tinción para ver bacilos:
Para ello, usamos el colorante azul de metilo, y además añadimos los siguientes materiales a usar:
- pipeta automática
- probeta
- alcohol 96º

                    

Echamos azul de metilo en disolución sobre la muestra, esperamos 5 min, después aclaramos con agua destilada, y por último lo fijamos con alcohol 96º y lo ponemos a ver al microscopio para ver los bacilos.

Clasificación de los microorganismos en relación con el oxígeno

Aerobio obligado:(Bacillus)        Microaerófilo: (Campylobacter yeyuni)      Anaerobio obligado:(Clostridium botulinum)

      

Anaerobio facultativo: (Enterobacteriaceae)

Clasificación de bacterias tradicional